شناسایی مایکوپلاسما کاپری‌کولوم تحت گونه کاپری‌نومونیه و مایکوپلاسما آرژینینی با روش کشت، واکنش زنجیره پلی‌ مراز و هیستوپاتولوژی در ریه‌های مبتلا به پنومونی بزهای ذبح شده در مشهد، ایران

نوع مقاله : مقاله کامل

نویسندگان

چکیده

پیشینه: تعدادی از گونه‌های مایکوپلاسما اغلب به عنوان مایکوپلاسما مایکوئیدس (Mm) می‌توانند عفونت‌های دستگاه تنفس در بز ایجاد کنند. هر چند فقط مایکوپلاسما کاپری‌کولوم تحت گونه کاپری‌نومونیه (Mccp) عامل پلوروپنومونی واگیردار بز مورد توجه قرار گرفته است. هدف: هدف از این مطالعه جداسازی و شناسایی مایکوپلاسما کاپری‌کولوم تحت گونه کاپری‌نومونیه و مایکوپلاسما آرژینینی از ریه‌های بزهای ذبح شده مبتلا به پنومونی و ارتباط آن‌ها با تغییرات پاتولوژی می‌باشد. روش کار: تعداد 2000 ریه بز ذبح شده در کشتارگاه صنعتی مشهد، ایران از نظر وجود ضایعات ماکروسکوپی ابتلا به پنومونی مورد بازرسی قرار گرفت. 50 ریه مبتلا به پنومونی برای شناسایی عوامل مایکوپلاسمایی با استفاده از روش‌های هیستوپاتولوژی، کشت و مولکولی (PCR) مورد آزمایش قرار گرفتند. از نمونه‌های بافت ریه، DNA استخراج شد و با استفاده از پرایمرهای اختصاصی جنس و گونه مایکوپلاسماها تکثیر گردید. نتایج: از نظر ماکروسکوپی، در نمونه‌های مبتلا به برونکوپنومونی فیبرینی چرکی، سفتی همراه با تغییر رنگ قرمز تیره تا خاکستری در لوب‌های قدامی شکمی تا خلفی ریه‌ها و در نمونه‌های مبتلا به پنومونی بینابینی، وجود قوام لاستیکی همراه با اثرات دنده‌ها بر روی سطوح لوب‌های دیافراگماتیک مشاهده شد. از نظر هیستوپاتولوژی، پنومونی برونکواینترستیشیال در 40 (80%) ریه‌ها و برونکوپنومونی فیبرینی چرکی در 10 (20%) ریه بزهای مبتلا تشخیص داده شد. شواهد رشد مایکوپلاسما مانند کدورت و کلنی‌های مایکوپلاسمایی در محیط کشت در 2 (4%) ریه مشاهده شد. DNA اختصاصی جنس مایکوپلاسما در 11 نمونه (22%) مشخص شد. از بین آن‌ها، 3 (6%) و 3 (6%) نمونه به ترتیب به مایکوپلاسما کاپری‌کولوم تحت گونه کاپری‌نومونیه و مایکوپلاسما آرژینینی از نظر PCR مثبت بودند. نتیجه‌گیری: نتایج ما نشان داد که مایکوپلاسما کاپری‌‎کولوم تحت گونه کاپری‌نومونیه و مایکوپلاسما آرژینینی از عواملی هستند که می‌توانند در ایجاد سفت شدگی ریه و پنومونی در بز دخیل باشند.

کلیدواژه‌ها


Adehan, RK; Ajuwape, ATP; Adetosoye, AI and Alaka, OO (2006). Characterization of Mycoplasmas isolated from pneumonic lungs of sheep and goats. Small Rumin. Res., 63: 44-49.
Ammar, AM; Eissa, SI; El-Hamid, MIA; Ahmed, HA and Elaziz, AEE (2008). Advanced study on Mycoplasmas isolated from sheep. Zag. Vet. J., 36: 128-137.
Amores, J; Corrales, JC; Martin, AG; Sanchez, A and Conteras, A (2010). Comparison of culture and PCR to detect Mycoplasma agalactiae and Mycoplasma mycoides subsp. capri in ear swabs taken from goats. Vet. Microbiol., 140: 105-108.
Ayling, RD; Bashiruddin, SE and Nicholas, RAJ (2004). Mycoplasma species and related organisms isolated from ruminants in Britain between 1999 and 2000. Vet. Rec., 155: 413-416.
Ayling, RD and Nicholas, RAJ (2007). Mycoplasma respiratory infections. In: Aitken, ID (Ed.), Diseases of sheep. (4th Edn.), Moredun, Blackwell Publishing. PP: 231-235.
Azizi, S; Tajbakhsh, E; Rezaii, SH; Nekouei, SH and Namjoo, AR (2011). The role of Mycoplasma ovipneumoniae and Mycoplasma arginini in pneumonic lungs of slaughtered sheep. Revue de Medicine Veterinaire. 162: 310-315.
CABI (2006). Atypical non-progressive proliferative pneumonia. http://www.cabicompendium.org/ahpc/report. asp>(accessed 18.05.07).
Çetinkaya, B; Kalin, R; Karahan, M; Atil, E; Manso-Silván, L and Thiaucourt, F (2009). Detection of contagious caprine pleuropneumonia in East Turkey. Rev. Sci. Tech., 28: 1037-1044.
Cremonesi, P; Vimercati, C; Pisoni, G; Perez, G; Miranda Ribera, A; Castiglioni, A; Luzzana, B; Ruffo, M and Moroni, P (2007). Development of DNA extraction and PCR amplification protocols for detection of Mycoplasma bovis directly from milk samples. Vet. Res. Commun., (Suppl. 1), 31: 225-227.
Daee, AA; Khodakaram-Tafti, A; Derakhshandeh, A and Seyedin, M (2020). Identification of Mycoplasma ovipneumoniae and Mycoplasma arginini in sheep with pneumonia in North East of Iran. Iranian J. Vet. Res., 21: 15-19.
De la Fe, C; Gutiérrez, A; Poveda, JB; Assunção, P; Ramírez, AS and Fabelo, F (2007). First isolation of Mycoplasma capricolum subsp. capricolum, one of the causal agents of caprine contagious agalactia, on the island of Lanzarote (Spain). Vet. J., 173: 440-442.
Ettorre, C; Sacchini, F; Scacchia, M and Salda, LD (2007). Pneumonia of lambs in the Abruzzo region of Italy: anatomopathological and histopathological studies and localisation of Mycoplasma ovipneumoniae. Veterinaria Italiana. 43: 149-155.
Fernandez, S; Galapero, J; Rey, J; Perez, CJ; Ramos, A; Rosales, R; Ayling, R; Alonso, JM and Gomes, L (2016). Investigations into the seasonal presence of Mycoplasma species in fattening lambs. Vet. J., 212: 80-82.
Gonçalves, R; Mariano, I; Núñez, A; Branco, S; Fairfoul, G and Nicholas, R (2010). Atypical non-progressive pneumonia in goats. Vet. J., 183: 219-221.
Goodwin, KA; Jackson, R; Brown, C; Davied, P; Morris, RS and Perkins, NR (2004). Pneumonic lesions in lambs in New Zealand: Patterns of prevalence and effects on production. N. Z. Vet. J., 52: 175-179.
Gutierrez, C; Rodriguez, JL; Montoya, JA and Fernandez, A (1999). Clinicopathological and haematological findings in goat kids experimentally infected simultaneously with Mycoplasma mycoides subsp. capri and Mycoplasma mycoides subsp. mycoides (large colony-type). Small Rumin. Res., 31: 187-192.
Haziroglu, R; Diker, KS; Gulbahar, MY; Akan, M and Guvenc, T (1994). Studies of thepathology and microbiology of pneumonic lungs of lambs. Deutsche Tierärztliche Wochenschrift. 101: 441-443.
Hernandez, L; Lopez, J; St-Jacques, M; Ontiveros, L; Acosta, J and Handel, K (2006). Mycoplasma mycoides subsp. capri associated with goat respiratory disease and high flock mortality. Can. Vet. J., 47: 366-369.
Kilic, A; Kalender, H; Eroksuz, H; Muz, A and Tasdemir, B (2013). Identification by culture, PCR, and immunohistochemistry of mycoplasmas and their molecular typing in sheep and lamb lungs with pneumonia in Eastern Turkey. Trop. Anim. Health Prod., 45: 1525-1531. doi: 10.1007/s11250-013-0394-3.
Lopez, A and Martinson, SA (2022). Respiratory system, thoracic cavities, mediastinum, and pleura. In: Zachary, JF (Ed.), Pathologic basis of veterinary disease. (7th Edn.), Elsevier Inc., PP: 579-591.
McAuliffe, L; Hatchell, FM; Ayling, RD; King, AI and Nicholas, RA (2003). Detection of Mycoplasma ovipneumoniae in Pasteurella-vaccinated sheep flocks with respiratory disease in England. Vet. Rec., 153: 687-688.
Nicholas, RAJ (2002). Improvements in the diagnosis and control of diseases of small ruminants caused by Mycoplasmas. Small Rumin. Res., 45: 145-149.
Nicholas, RAJ; Ayling, RD and McAuliffe, L (2008). Mycoplasma diseases of ruminants. Small Rumin. Res., 76: 98-114. doi: 10.1079/9780851990125.0000.
Ozdemir, U; Ozdemir, E; March, JB; Churchward, C and Nicholas, RA (2005). Contagious caprine pleuropneu-monia in the Thrace region of Turkey. Vet. Rec., 156: 286-287.
Ozdemir, U and Turkaslan, J (2003). Mycoplasma strains isolated from contagious agalactia outbreaks. Pendik Vet. Mikrobiol. Derg., 34: 33-35.
Radostits, OM; Gay, CC; Hinchcliff, KW and Constable, PD (2007). Veterinary medicine, A textbook of the disease of cattle, horses, sheep, pigs and goats. 10th Edn., USA, Saunders. PP: 950-995.
Ruffin, DC (2001). Mycoplasma infections in small ruminants. Vet. Clin. North Am. Food. Anim. Pract., 17: 315-332.
Semmate, N; Zouagui, Z; Elkarhat, Z; Bamouh, Z; Fellahi, S and Tlgui, N (2022). Molecular characterization and pathogenicity of Mycoplasma capricolum subsp. capricolum from goats in Morocco. Anim. Dis., 2: 12.
Smith, BP; Van Metre, DC and Pusterla, N (2019). Large animal internal medicine. 6th Edn., United States, Mosby Elsevier. PP: 645-698.
Thiaucourt, F and Bölske, G (1996). Contagious caprine pleuropneumonia and other pulmonary mycoplasmoses of sheep and goats. Rev. Sci. Tech., 15: 1397-1414.
Thiaucourt, F; Bölske, G; Leneguersh, B; Smith, D and Wesonga, H (1996). Diagnosis and control of contagious caprine pleuropneumonia. Rev. Sci. Tech., 15: 1415-1429.
Valsala, R; Rajneesh, R; Remesh, AT and Singh, VP (2017). Mycoplasma arginini: high frequency involvement in goat pneumonia. Turkish J. Vet. Anim. Sci., 41: 393-399.