تشخیص مولکولی و درمان موفقیت آمیز کلامیدیوفیلا پسیتاسی (ژنوتیپ B) در یک مورد طوطی خاکستری آفریقایی کنگویی (پسیتاکوس اریتاکوس اریتاکوس)

نوع مقاله : گزارش علمی

نویسندگان

چکیده

کلامیدیوزیس پرندگان توسط کلامیدیوفیلا پسیتاسی و با بالاترین میزان بیماری در طوطی سانان و کبوتر سانان ایجاد می‌شود. یک طوطی خاکستری آفریقایی کنگویی 2 ساله با علایم بی اشتهایی، افسردگی، اسهال و سختی در تنفس خفیف مورد معاینه قرار گرفت و بر اساس بررسی‌های خون شناسی و بیوشیمیایی، تشخیص وجود کم خونی، لوکوسیتوز، هتروفیلی، لمفوپنی و مونوسیتوز در پرنده داده شد. با توجه به یافته‌های بالینی و آزمایشگاهی، بیمار به عنوان حامل گونه‌های کلامیدیوفیلا تشخیص داده شد. همچنین سوآب تهیه شده از شکاف کامی و کلوآک در واکنش زنجیره‌ای پلیمراز تشخیصی (600 جفت باز) به لحاظ کلامیدیوفیلا مثبت بود. محصول واکنش زنجیره‌ای پلیمراز با واکنش زنجیره‌ای پلیمراز بر پایه ژن ompA و با استفاده از پرایمرهای CTU/CTL (1050 جفت باز محصول واکنش زنجیره‌ای پلیمراز) مشخص گردید. توالی محصول واکنش زنجیره‌ای پلیمراز با سکانس به دست آمده از بانک ژنی مقایسه شد. درخت فیلوژنتیکی به دست آمده شباهت 100% با ژنوتیپ B به دست آمده از مطالعات قبلی را نشان می‌داد. پرنده بستری شده و درمان با رژیم داکسی سایکلین به مدت 45 روز و روند نمونه‌برداری هفتگی به منظور تعیین حضور DNA کلامیدیوفیلا پسیتاسی در نمونه مدفوع و شکاف کامی انجام شد. این روند تا زمانی که نمونه‌ها پس از دو هفته منفی شدند ادامه یافت. نتایج آزمایشگاهی و رادیولوژی پس از درمان در محدوده طبیعی قرار داشتند. ژنوتیپ B به طور اولیه از خانواده کبوترسانان (فاخته و کبوتر) جدا می‌شود و هیچ گزارشی مبنی بر بیماری بالینی طوطی خاکستری آفریقایی به این ژنوتیپ وجود ندارد. در نتیجه با توجه به دانسته‌های ما، این اولین گزارش از کلامیدیوزیس ژنوتیپ B در طوطی خاکستری آفریقایی کنگویی می‌باشد. �حرایی گروه A را تایید کردند. می‌توان چنین نتیجه گرفت که تجویز تحت مزمن دوزهای تحت کشنده آمیتراز می‌تواند منجر به کاهش کیفیت اسپرم گردد.

کلیدواژه‌ها


Andersen, AA (1997). Two new serovars of Chlamydia psittaci from North American birds. J. Vet. Diagnost. Inves., 9: 159-164.
Andersen, AA and Vanrompay, D (2003). Avian chlamydiosis (Psittacosis, Ornithosis). In: Diseases of poultry. 11th Edn., Ames, Iowa, USA, IowaStateUniversity Press. PP: 863-879.
Arraiz, N; Bermudez, V; Urdaneta, B; Mujica, E; Sanchez, MP; Mejía, R; Prieto, C; Escalona, C and Mujica, A (2012). Evidence of zoonotic Chlamydophila psittaci transmission in a population at risk in Zulia state, Venezuela. Rev. Panam. Salud. Publica. (Bogota). 14: 305-314.
Bush, RM and Everett, K (2001). Molecular evolution of the chlamydiaceae. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 51: 203-220.
Campbell, TW and Ellis, CK (2007). Avian and exotic animal hematology and cytology. 3rd Edn., Ames, Iowa, Blackwell Pub., PP: 326-328.
Fudge, AM (2000). Avian liver and gastrointestinal testing. In: Fudge, (Ed.), Laboratory medicine avian and exotic pets. (1st Edn.), USA, Saunders Pub., PP: 47-55.
Geens, T; Desplanques, A; Van Loock, M;Bönner, BM; Kaleta, EF; Magnino, S; Andersen, A;Everett, KDA andVanrompay, D (2005). Sequencing of the Chlamydo-phila psittaci ompA gene reveals a new genotype, E/B, and the need for a rapid discriminatory genotyping method. J. Clin. Microbiol., 43: 2456-2461.
Harcourt-Brown, N and Chitty, J (2005). BSAVA manual of psittacine birds. 2nd Edn., Wareham, UK, BSAVA Publications. P: 69.

Heddema, ER;Van Hannen, EJ; Duim, B;Vandenbroucke-Grauls, CMJE andPannekoek, Y (2006). Genotyping of Chlamydophila psittaci in human samples. Emerg. Infect. Dis., 12: 1989-1990.

Kaleta, EF and Taday, EM (2003). Avian hosts range of Chlamydophila spp. based on isolation, antigen detection, and serology. Avian Pathol., 32: 435-462.
Madani. SA and Peighambari, SM (2013). PCR-based diagnosis, molecular characterization and detection of atypical strains of avian Chlamydia psittaci in companion and wild birds. Avian Pathol., 42: 38-44.
Natt, MP and Herrick, CA (1952). A new blood diluent for counting the erythrocytes and leucocytes of the chicken. Poult. Sci., 31: 735-738.
OIE, A (2008). Manual of diagnostic tests and vaccines for terrestrial animals. Office International des Epizooties, Paris, France. PP: 1092-1106.
Piasecki, T; Chrząstek, K and Wieliczko, A (2012). Detection and identification of Chlamydophila psittaci in asymptomatic parrots in Poland. BMC. Vet. Res., 8: 233-239.
Pickett, MA; Everson, JS and Clarke, IN (1988). Chlamydia psittaci ewe abortion agent: complete nucleotide sequence of the major outer membrane protein gene. FEMS. Microbiol. Lett., 55: 229-234.
Read, TD;Joseph, SJ; Didelot, X; Liang, B;Patel, L and Dean, D (2013). Comparative analysis of Chlamydia
psittaci
genomes reveals the recent emergence of a pathogenic lineage with a broad host range. MBio., 4: e00604-00612.
Sachse, K and Hotzel, H (2003). Detection and differentiation of Chlamydiae by nested PCR. In: Sachse, K and Frey, J (Eds.), PCR detection of microbial pathogens. (1st Edn.), New Jersey, USA, Humana Press. PP: 123-136.
Sachse, K; Laroucau, K;Hotzel, H;Schubert, E; Ehricht, R and Slickers, P (2008). Genotyping of Chlamydophila psittaci using a new DNA microarray assay based on sequence analysis of ompA genes. BMC. Microbiol., 8: 63-75.
Schachter, J (1999). Infection and disease epidemiology. In: Stephens, RS (Ed.), Chlamydia: intracellular biology, pathogenesis, and immunity. Washington, D.C., USA, ASM Press. PP: 139-169.
West, A (2011). A brief review of Chlamydophila psittaci in birds and humans. J. Exot. Pet. Med., 20: 18-20.
Zhang, YX; Morrison, SJ; Caldwell, HD and Baehr, W (1989). Cloning and sequence analysis of the major outer membrane protein genes of two Chlamydia psittaci strains. Infect. Immun., 57: 1621-1625.